ID:
SCV0449
Durata (ore):
52
CFU:
6
SSD:
ANATOMIA COMPARATA E CITOLOGIA
Anno:
2024
Dati Generali
Periodo di attività
Secondo Semestre (24/02/2025 - 20/06/2025)
Syllabus
Obiettivi Formativi
L'insegnamento si propone di fornire le conoscenze di base per lavorare in un laboratorio di colture cellulari. Particolare attenzione è volta alla preparazione e mantenimento di colture cellulari sia finite che immortalizzate i cui aspetti applicativi verranno approfonditi durante il corso teorico-pratico. Alla fine del corso lo studente avrà acquisito competenze teorico-pratiche con riferimento all’impiego di colture cellulari in ambito biologico-biotecnologico.
Prerequisiti
Sono fondamentali le conoscenze acquisite durante il corso di Citologia e Istologia e le tecniche base di Biologia Molecolare.
Metodi didattici
L’attività didattica prevede lezioni frontali ed esperienze di laboratorio.
• Le lezioni frontali in aula saranno svolte con l'ausilio di slides e la visione di filmati.
• L’attività pratica in laboratorio sarà presentata sia durante le lezioni frontali, che il primo giorno delle lezioni pratiche. Le esperienze prevedono l'applicazione delle regole di comportamento per lavorare in sicurezza con le colture cellulari. Ogni esperienza è descritta nel “quaderno di laboratorio” che permette allo studente di svolgere con facilità le esperienze proposte. L’organizzazione prevede che ogni studente lavori in autonomia.
• Le lezioni frontali in aula saranno svolte con l'ausilio di slides e la visione di filmati.
• L’attività pratica in laboratorio sarà presentata sia durante le lezioni frontali, che il primo giorno delle lezioni pratiche. Le esperienze prevedono l'applicazione delle regole di comportamento per lavorare in sicurezza con le colture cellulari. Ogni esperienza è descritta nel “quaderno di laboratorio” che permette allo studente di svolgere con facilità le esperienze proposte. L’organizzazione prevede che ogni studente lavori in autonomia.
Verifica Apprendimento
Sono previsti appelli nel numero pianificato dal Corso di Studio. La verifica dell’apprendimento consiste in un colloquio orale durante il quale si discute la relazione relativa all'esperienza in laboratorio. La relazione è valutata con un punteggio compreso tra 0 e 6/30. Durante il colloquio, lo studente, oltre a dimostrare di aver acquisito le conoscenze/competenze per poter lavorare in un laboratorio di colture cellulari, dovrà essere in grado di pianificare un esperimento che preveda l’impiego di colture cellulari e proporre soluzioni a situazioni proposte dal docente. La prova orale sarà valutata con un punteggio compreso tra 14 e 24/30. Il voto finale, espresso in trentesimi, è determinato dalla somma delle due prove, e terrà conto della pertinenza delle risposte alle domande poste, dell’uso corretto della terminologia scientifica e della capacità dello studente di presentare una visione generale stabilendo delle connessioni trasversali tra i vari argomenti trattati durante il corso.
La prova si ritiene superata con una votazione di almeno 18/30.
La prova si ritiene superata con una votazione di almeno 18/30.
Contenuti
Il corso si divide in due parti
1- LEZIONI FRONTALI (40 h)
Gli argomenti trattati riguardano:
1- Requisiti di un laboratorio di colture cellulari in termini di strumentazione e precauzioni da adottare. Storia delle colture cellulari. Preparazione di una coltura cellulare, suo mantenimento, vantaggi e svantaggi nei diversi impieghi. Cenni di micro-scopia ottica ed elettronica.
2- Conta cellulare mediante Burker e Neubauer, conta cellule automatici. Separa-zione delle popolazioni cellulari mediante selezione clonale, centrifugazione differenziale, interazione antigene-anticorpo, citofluorimetro.
3- Cenni di radiochimica con particolare riferimento ai principi della scintillazione liquida e solida, valutazione della proliferazione (timina triziata) e interazione antigene-anticoprpo (RIA).
4- Immortalizzazione mediante tecniche di trasfezione e trasformazione con plasmidi, secondo metodi chimici e fisici, o l'impiego di vettori virali. Controllo delle contaminazioni cellulari (coltura microbiologica in brodo e agar, PCR, DNA stain).
5- Controllo e valutazione della morte cellulare, della genotossicità e dell’espressione genica: metodi colorimetrici, chemiluminescenti, COMET, test dei micronuclei, microarray.
6- Allestimento di test di tossicità e metodi di valutazione incluso l’impiego di radioisotopi.
7- Produzione, purificazione di anticorpi monoclonali ed esempi di
impiego mediante metodi non radioattivi (ELISA).
8- Preparazione, mantenimento e impieghi di colture primarie di cellule staminali.
9- Test FETAX e Saggio CAT su zebrafish.
10- Tecniche di fecondazione assistita.
12- Lezione di preparazione alle esercitazioni in laboratorio: come si
imposta un test di citotossicità, scelta della coltura cellulare, metodi di valutazione e analisi dei dati.
2- Esercitazioni in laboratorio (12h)
Durante le esercitazioni in laboratorio lo studente sperimenterà:
- la conta al microscopio di una sospensione cellulare e la valutazione morfologia di una popolazione cellulare
- come rilevare la presenza di contaminazioni da micoplasma mediante nested PCR
- come eseguire un test di citotossicità e di proliferazione cellulare mediante saggi colorimetrici
- come redigere una relazione tecnica
1- LEZIONI FRONTALI (40 h)
Gli argomenti trattati riguardano:
1- Requisiti di un laboratorio di colture cellulari in termini di strumentazione e precauzioni da adottare. Storia delle colture cellulari. Preparazione di una coltura cellulare, suo mantenimento, vantaggi e svantaggi nei diversi impieghi. Cenni di micro-scopia ottica ed elettronica.
2- Conta cellulare mediante Burker e Neubauer, conta cellule automatici. Separa-zione delle popolazioni cellulari mediante selezione clonale, centrifugazione differenziale, interazione antigene-anticorpo, citofluorimetro.
3- Cenni di radiochimica con particolare riferimento ai principi della scintillazione liquida e solida, valutazione della proliferazione (timina triziata) e interazione antigene-anticoprpo (RIA).
4- Immortalizzazione mediante tecniche di trasfezione e trasformazione con plasmidi, secondo metodi chimici e fisici, o l'impiego di vettori virali. Controllo delle contaminazioni cellulari (coltura microbiologica in brodo e agar, PCR, DNA stain).
5- Controllo e valutazione della morte cellulare, della genotossicità e dell’espressione genica: metodi colorimetrici, chemiluminescenti, COMET, test dei micronuclei, microarray.
6- Allestimento di test di tossicità e metodi di valutazione incluso l’impiego di radioisotopi.
7- Produzione, purificazione di anticorpi monoclonali ed esempi di
impiego mediante metodi non radioattivi (ELISA).
8- Preparazione, mantenimento e impieghi di colture primarie di cellule staminali.
9- Test FETAX e Saggio CAT su zebrafish.
10- Tecniche di fecondazione assistita.
12- Lezione di preparazione alle esercitazioni in laboratorio: come si
imposta un test di citotossicità, scelta della coltura cellulare, metodi di valutazione e analisi dei dati.
2- Esercitazioni in laboratorio (12h)
Durante le esercitazioni in laboratorio lo studente sperimenterà:
- la conta al microscopio di una sospensione cellulare e la valutazione morfologia di una popolazione cellulare
- come rilevare la presenza di contaminazioni da micoplasma mediante nested PCR
- come eseguire un test di citotossicità e di proliferazione cellulare mediante saggi colorimetrici
- come redigere una relazione tecnica
Lingua Insegnamento
ITALIANO
Altre informazioni
La docente è disponibile ad incontrare gli studenti, previo appuntamento telefonico o via e-mail (rosalba.gornati@uninsubria.it)
Corsi
Corsi
BIOTECNOLOGIE
Laurea
3 anni
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Persone
Persone (2)
Docenti di ruolo di Ia fascia
Docenti
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