ID:
SCV0711
Durata (ore):
64
CFU:
6
SSD:
BIOLOGIA APPLICATA
Anno:
2024
Dati Generali
Periodo di attività
Secondo Semestre (24/02/2025 - 20/06/2025)
Syllabus
Obiettivi Formativi
L’attività di insegnamento mira a fornire le basi essenziali delle più comuni tecniche di laboratorio utilizzate in campo biomedico, con particolare attenzione a metodiche di farmacologia e tossicologia cellulare e molecolare. Allo studente saranno fornite le informazioni teoriche, insieme a dettagli pratici e applicativi, alla base di tali metodiche. Nell’insieme lo studente sarà in grado di comprendere i processi cellulari e molecolari considerando aspetti biochimici, fisiologici e di biologia molecolare.
Tali conoscenze vanno a completare la formazione di un laureato in Scienze Biologiche con solide ed aggiornate competenze nei settori fondamentali delle scienze della vita, basate anche sull'impiego delle metodiche acquisite sia in ambito biomolecolare, sanitario, che in ambito biotecnologico, senza escludere quello ambientale.
Risultati di apprendimento
Nello specifico, al termine del percorso, lo studente sarà in grado di:
1. Descrivere adeguatamente le metodiche sperimentali biomediche di base.
2. Muoversi e gestirsi in modo autonomo in un laboratorio.
3. Valutare la correttezza delle procedure sperimentali eseguite.
4. Discutere i metodi di valutazione utilizzati e i dati sperimentali ottenuti, applicando, quando necessario, conoscenze matematiche e biostatistiche.
5. Scegliere la tecnica adeguata per un determinate scopo.
6. Utilizzare le colture cellulari come modello sperimentale.
7. Integrare le conoscenze acquisite in un contesto multidisciplinare.
Tali conoscenze vanno a completare la formazione di un laureato in Scienze Biologiche con solide ed aggiornate competenze nei settori fondamentali delle scienze della vita, basate anche sull'impiego delle metodiche acquisite sia in ambito biomolecolare, sanitario, che in ambito biotecnologico, senza escludere quello ambientale.
Risultati di apprendimento
Nello specifico, al termine del percorso, lo studente sarà in grado di:
1. Descrivere adeguatamente le metodiche sperimentali biomediche di base.
2. Muoversi e gestirsi in modo autonomo in un laboratorio.
3. Valutare la correttezza delle procedure sperimentali eseguite.
4. Discutere i metodi di valutazione utilizzati e i dati sperimentali ottenuti, applicando, quando necessario, conoscenze matematiche e biostatistiche.
5. Scegliere la tecnica adeguata per un determinate scopo.
6. Utilizzare le colture cellulari come modello sperimentale.
7. Integrare le conoscenze acquisite in un contesto multidisciplinare.
Prerequisiti
Il corso non richiede alcuna precedente conoscenza.
Metodi didattici
L’attività didattica prevede lezioni frontali, esercitazioni in aula ed esperienze di laboratorio.
• Le lezioni frontali in aula saranno svolte con l'ausilio di slides.
• Le esercitazioni in aula prevedono l’utilizzo di slide e la partecipazione attiva degli studenti con lo scopo di svolgere, prima sotto la guida del docente e poi in autonomia, problemi legati alle esperienze di laboratorio. In particolare, verranno svolti calcoli di diluizioni e/o di affrontati problemi teorici e pratici circa il programma sperimentale.
• L’attività pratica in laboratorio sarà presentata sia il primo giorno delle lezioni che in itinere, con molti richiami durante le lezioni frontali. Le esperienze permettono di acquisire le tecniche di base farmacologia e tossicologia cellulare e molecolare, seguendo le norme di sicurezza. Le lezioni di laboratorio vengono svolte presso i laboratori dei Molini Marzoli, via A. da Giussano 10, Busto Arsizio. Ad ogni studente viene assegnata una postazione di lavoro dotata di tutte le attrezzature necessarie (pipettatori, puntali, provette, reagenti, ecc.) e fornito, per ogni lezione, un fascicolo con il protocollo da seguire. Nel corso del modulo di laboratorio è assicurata l’assistenza continua in aula da parte del docente e di uno o più esercitatori.
• Le lezioni frontali in aula saranno svolte con l'ausilio di slides.
• Le esercitazioni in aula prevedono l’utilizzo di slide e la partecipazione attiva degli studenti con lo scopo di svolgere, prima sotto la guida del docente e poi in autonomia, problemi legati alle esperienze di laboratorio. In particolare, verranno svolti calcoli di diluizioni e/o di affrontati problemi teorici e pratici circa il programma sperimentale.
• L’attività pratica in laboratorio sarà presentata sia il primo giorno delle lezioni che in itinere, con molti richiami durante le lezioni frontali. Le esperienze permettono di acquisire le tecniche di base farmacologia e tossicologia cellulare e molecolare, seguendo le norme di sicurezza. Le lezioni di laboratorio vengono svolte presso i laboratori dei Molini Marzoli, via A. da Giussano 10, Busto Arsizio. Ad ogni studente viene assegnata una postazione di lavoro dotata di tutte le attrezzature necessarie (pipettatori, puntali, provette, reagenti, ecc.) e fornito, per ogni lezione, un fascicolo con il protocollo da seguire. Nel corso del modulo di laboratorio è assicurata l’assistenza continua in aula da parte del docente e di uno o più esercitatori.
Verifica Apprendimento
Sono previsti appelli nel numero pianificato dal Corso di Laurea L’apprendimento viene verificato mediante la presentazione di una relazione scritta su una delle esperienze di laboratorio e un esame scritto sui principi di base delle metodiche di laboratorio studiate e la discussione dei risultati ottenuti.
Nel corso della prova di esame è previsto l’accertamento della capacità di analisi critica e di autonomia di giudizio degli studenti sugli argomenti principali del corso. Inoltre sarà richiesta la conoscenza degli argomenti trattati a lezione e durante le esercitazioni, riassunti nel materiale didattico disponibile sul sito e-learning.
I criteri che guideranno la valutazione dell’esame si basano sulla congruità delle risposte alle domande poste e sull’uso corretto della terminologia scientifica nell’esposizione degli argomenti; sarà inoltre valutato il comportamento e la partecipazione dello studente durante le lezioni di laboratorio. La votazione finale, espressa in trentesimi, sarà determinate dalla somma del punteggio ottenuto per la relazione presentata (fino a 3 punti) e del voto dell’esame scritto (fino a 28).
Nel corso della prova di esame è previsto l’accertamento della capacità di analisi critica e di autonomia di giudizio degli studenti sugli argomenti principali del corso. Inoltre sarà richiesta la conoscenza degli argomenti trattati a lezione e durante le esercitazioni, riassunti nel materiale didattico disponibile sul sito e-learning.
I criteri che guideranno la valutazione dell’esame si basano sulla congruità delle risposte alle domande poste e sull’uso corretto della terminologia scientifica nell’esposizione degli argomenti; sarà inoltre valutato il comportamento e la partecipazione dello studente durante le lezioni di laboratorio. La votazione finale, espressa in trentesimi, sarà determinate dalla somma del punteggio ottenuto per la relazione presentata (fino a 3 punti) e del voto dell’esame scritto (fino a 28).
Contenuti
L’attività di insegnamento riguarda in modo particolare le seguenti tematiche:
• Colture cellulari e metodi per la valutazione della vitalità cellulare: introduzione all’uso delle colture cellular come modello sperimentale, vantaggi e svantaggi, inizio di una coltura cellulare, struttura del laboratorio, asepsi, caratteristiche dell’ambiente esterno (substrato, fase gassosa, pH e temperatura, terreni e supplementi), modalità di crescita e mantenimento di una coltura cellulare (sostituzione del terreno, subcoltura, ciclo di crescita), conservazione, contaminazioni (batteri, lieviti, muffe, micoplasmi, contaminazioni crociate), colture tridimensionali (caratteristiche e tecniche per ottenerle). Principali metodi per la valutazione della vitalità in sistemi cellulari (test di permeabilità, funzionali, morfologici e riproduttivi).
• Meccanismi di morte cellulare: tipi di morte cellulare (apoptosi, necrosi, senescenza, castastrofe mitotica, autofagia), loro caratteristiche biochimiche e morfologiche. Metodi per valutare i diversi tipi di morte (microscopia elettronica, Tunel assay, comet assay, colorazione con annessina, frammentazione del DNA, colorazione con arancio di acridina, colorazione dei nuclei, saggio della -galattosidasi).
• Citofluorimetria a flusso: principi di base, vantaggi e svantaggi, applicazioni, schema di un citofluorimetro a flusso (sistema fluidico, sistema ottico, sistema elettronico e software per l’analisi dei dati), fluorescenza, settaggio dello strumento, rappresentazione dei dati. Esempi di utilizzo (citogramma, valutazione della condensazione citoplasmatica e della permeabilità di membrana, valutazione dell’apoptosi, analisi del ciclo cellulare).
• Analisi Western blot: principi di base, vantaggi e svantaggi, separazione elettroforetica (gel di poliacrilamide, SDS-page), trasferimento del pattern proteico su membrana (per diffusione, capillarità o blotting per convezione, blotting elettroforetico), visualizzazione delle proteine di interesse (generale e specifica).
• Studio del danno al DNA: studi di citogenetica e test dei micronuclei (principi di base, criteri per la selezione delle cellule da osservare, esempi).
• Metodiche di biologia molecolare: estrazione del DNA mitocondriale, PCR
• Metodi di trasfezione: metodi chimici, fisici e utilizzo di virus. Vantaggi e svantaggi dei metodi presentati.
• Colture cellulari e metodi per la valutazione della vitalità cellulare: introduzione all’uso delle colture cellular come modello sperimentale, vantaggi e svantaggi, inizio di una coltura cellulare, struttura del laboratorio, asepsi, caratteristiche dell’ambiente esterno (substrato, fase gassosa, pH e temperatura, terreni e supplementi), modalità di crescita e mantenimento di una coltura cellulare (sostituzione del terreno, subcoltura, ciclo di crescita), conservazione, contaminazioni (batteri, lieviti, muffe, micoplasmi, contaminazioni crociate), colture tridimensionali (caratteristiche e tecniche per ottenerle). Principali metodi per la valutazione della vitalità in sistemi cellulari (test di permeabilità, funzionali, morfologici e riproduttivi).
• Meccanismi di morte cellulare: tipi di morte cellulare (apoptosi, necrosi, senescenza, castastrofe mitotica, autofagia), loro caratteristiche biochimiche e morfologiche. Metodi per valutare i diversi tipi di morte (microscopia elettronica, Tunel assay, comet assay, colorazione con annessina, frammentazione del DNA, colorazione con arancio di acridina, colorazione dei nuclei, saggio della -galattosidasi).
• Citofluorimetria a flusso: principi di base, vantaggi e svantaggi, applicazioni, schema di un citofluorimetro a flusso (sistema fluidico, sistema ottico, sistema elettronico e software per l’analisi dei dati), fluorescenza, settaggio dello strumento, rappresentazione dei dati. Esempi di utilizzo (citogramma, valutazione della condensazione citoplasmatica e della permeabilità di membrana, valutazione dell’apoptosi, analisi del ciclo cellulare).
• Analisi Western blot: principi di base, vantaggi e svantaggi, separazione elettroforetica (gel di poliacrilamide, SDS-page), trasferimento del pattern proteico su membrana (per diffusione, capillarità o blotting per convezione, blotting elettroforetico), visualizzazione delle proteine di interesse (generale e specifica).
• Studio del danno al DNA: studi di citogenetica e test dei micronuclei (principi di base, criteri per la selezione delle cellule da osservare, esempi).
• Metodiche di biologia molecolare: estrazione del DNA mitocondriale, PCR
• Metodi di trasfezione: metodi chimici, fisici e utilizzo di virus. Vantaggi e svantaggi dei metodi presentati.
Lingua Insegnamento
ITALIANO
Altre informazioni
La docente è disponibile ad incontri con gli studenti per l’approfondimento o il chiarimento di argomenti trattati, previo appuntamento via e-mail (marzia.gariboldi@uninsubria.it).
Corsi
Corsi
SCIENZE BIOLOGICHE
Laurea
3 anni
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Persone
Persone (2)
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